Les oligonucléotides sont couramment utilisés pour le contrôle spécifique d'un gène choisi soit au niveau de l'ARN messager soit au niveau de l'ARN pré-messager ou de l'ADN, ces deux dernières entités étant localisées dans le noyau. Ces approches sont conditionnées par la présence en quantités suffisantes de l'oligonucléotide dans les compartiments appropriés, le cytosol et le noyau. Nous proposons dans cet article une méthode simple pour étudier le contenu cytosolique des oligonucléotides internalisés. Cette méthode est basée sur une perméabilisation sélective de la membrane plasmique par un détergent doux, la digitonine. Les pores créés dans la membrane par le détergent permettent la fuite des espèces solubles et diffusibles présentes dans les cellules vers le milieu extérieur. Des marqueurs cytosoliques (lactate déshydrogénase) et de vésicules internes (dextrane-rhodamine pour les endosomes et hexosaminidase pour les lysosomes) sont utilisés pour contrôler le taux de perméabilisation des membranes correspondantes par la digitonine. Des exemples sont présentés sur deux systèmes cellulaires avec des oligonucléotides de séquences et de compositions chimiques différentes. Les résultats montrent que l'internalisation et la disponibilité de l'oligonucléotide dans le cytosol sont des paramètres qui sont fortement dépendants du système cellulaire étudié et de la nature chimique de l'oligomère. La mesure de ces paramètres peut fournir des données importantes pour comparer le comportement des oligonucléotides de séquence et de nature chimique différentes (antisens versus « contrôles ») sur un système cellulaire donné et contribuer utilement à l'interprétation des effets biologiques observés.